研究方向
雙向電泳樣品製備（sampleprepareation)和溶解同樣事關2-DE的成效，目標是儘可能擴大其溶解度和解聚，以提高解析度.用化學法和機械裂解法破碎以儘可能溶解和解聚蛋白，兩者聯合有協同作用.對IEF(isoelectricfocusing）樣品的預處理涉及溶解、變性和還原來完全破壞蛋白間的相互作用，並除去如核酸等非蛋白物質.理想的狀態是人們應一步完成蛋白的完全處理.而離液劑2mol/L硫脲和表面活性劑4%CHAPS的混合液促使疏水蛋白從IPG(immobilizedpHgradients）膠上的轉換.三丁基膦（Tributylphosphine，TBP）取代β-巰基乙醇或DTT完全溶解鏈間或鏈內的二硫鍵，增強了蛋白的溶解度，並導致轉至第二向的增加].兩者通過不同的方法來增加蛋白的溶解度，作為互補試劑會更有效.在保持樣品的完整性的前提下，可利用超離和核酸內切酶去除核酸（DNA).除此之外，機械力被用來對蛋白分子解聚，如超聲破碎]等.另外，添加PMSF等蛋白酶抑制劑，可保持蛋白完整性.由於商品化的IPG膠條是乾燥脫水的，可在其水化的過程中加樣，覆蓋整個IPG膠，避免在樣品杯中的沉澱所致的樣品丟失].此外，低豐度蛋白（lowabundanceprotein）在細胞內可能具有重要的調節功能，代表蛋白質組研究的“冰山之尖”，故分離低豐度蛋白是一種挑戰.亞細胞分級和蛋白質預分級、提高加樣量（已達到1～15mg級的標準）、套用敏感性檢測，可以提高其敏感性.如一種多肽免疫2-DE印跡（MI-2DE）是利用幾種單克隆抗體技術來分析和檢測.提高組蛋白和核糖體蛋白等鹼性蛋白（basicproteins）的分離是另一難點.由於鹼性pH範圍內凝膠基質的不穩定及逆向電滲流（EOF）的產生，對PI（等電點）超過10的鹼性蛋白，通過產生?0～10%?的山梨醇梯度和16%的異丙醇可減少之.亦可用雙甲基丙烯醯胺來增加基質的穩定性.
挑戰
2-DE面臨的挑戰是高解析度和重複性高解析度確保蛋白最大程度的分離，高重複性允許進行凝膠間配比（match).對2-DE而言，有3種方法分離蛋白：1）ISO-DALT(isoelectricfocus）以O’Farrell’s技術為基礎.第一向套用載體兩性電解質（carrierampholyte,CA），在管膠內建立pH梯度.隨著聚焦時間的延長，pH梯度不穩，易產生陰極漂移.2）NEPHGE(non-equilibriumpHgradientelectrophoresis）用於分離鹼性蛋白（pH>7.0).如果聚焦達到平衡狀態，鹼性蛋白會離開凝膠基質而丟失.因此，在等電區域的遷移須在平衡狀態之前完成，但很難控制.3）IPG-DALT發展於80年代早期.由於固相pH梯度（ImmobilizedpHgradient,IPG）的出現解決了pH梯度不穩的問題.IPG通過immobiline共價偶聯於丙烯醯胺產生固定的pH梯度，克服了IEF的缺點，從而達到高度的重複性.可以精確製作線性、漸進性和S型曲線，範圍或寬或窄的pH梯度.新的酸性pH3～5或鹼性pH6～11的IPG凝膠梯度聯合商品化的pH4～7的梯度可對蛋白質形成蛋白質組重疊群（proteomiccontigs）從而有效分離。
斑點檢測
分離後的斑點檢測（spotdetection）亦很重要.所採用的檢測策略和分離後所採用的方法的相互作用是很重要的.此外，還需考慮反應的線性、飽和閾/動態範圍、敏感性、對細胞蛋白群的全體定量分析的適應性、可行性.沒有一種蛋白染色覆蓋廣泛的濃度和PI及分離後分析技術.銀染已成為一種檢測2-DE的流行方法，可檢測少到2～5ng的蛋白，因此較考馬斯亮藍R-250敏感.多數糖蛋白不能被考馬斯亮藍染色，一些有機染料不適於PVDF膜.放射性標記不依賴其代謝的活性，並僅適於對合成的蛋白質檢測.另有一種改良的2-DE（差異凝膠電泳），即套用兩種不同的染料螢光標記兩個樣品，使在同一凝膠上電泳後的凝膠圖象為兩個，避免了幾種2-DE的比較，可在納克級進行檢測.
較早期相比，2-DE有兩個主要的進步：首先，極高的重複性使有機體的參考圖譜，可通過Internet獲得，來比較不同組織類型、不同狀態的基因表達；其次，高加樣量使得2-DE成為一項真正的製備型技術.
常見問題
一般情況下是可以的。但當上樣量特別大時，可能會有一部分蛋白質沒有被膠條吸收，這樣跑完1D和2D膠後，會有很多橫向條紋。所以在這種情況下，最好在重泡脹後，將膠條轉移到另外一個電泳漕中進行電泳。
通常情況下，等點聚焦中體系內除了蛋白質還會存在少量帶電小分子，當這些帶電小分子在電場中向兩極運動時，會帶動膠條中的水分子運動，水分子運動會帶動附近的覆蓋油移動，當樣品質量不高，帶電小分子較多時，會導致覆蓋油移動嚴重溢出膠條槽，此時，通常會伴隨膠條的酸性端膠條厚度增加。當發生覆蓋油溢出或膠條暴露時，應及時補加覆蓋油。為了防止這個現象的發生，應從樣品製備時嚴格控制樣品質量，儘量減少帶電小分子如鹽離子的含量。同時可以在相鄰的空電泳槽里，也加入適量（80%滿）的覆蓋油。
電流的平方和功率成正比。電流增大，功率增大，放出的熱量也隨之增大，就會導致膠條的溫度增加。當溫度超過30攝氏度時，緩衝液里的尿素就容易解離，產生一些極性分子，修飾蛋白，從而對等電聚焦產生影響。
剛開始時，體系內的帶電小分子比較多（比如無機鹽和雙極性分子）。所以在這個階段，電流主要是由這些小分子的移動所產生的。由於這些分子質量小，移動他們不需要很高的電壓。當這些小分子移動到他們的目的地時（無機鹽移動到極性相反的電極；兩性分子移動到對應的pH條帶），體系內的蛋白質才開始肩負起運載電流的任務，逐漸向所對應的pH區域移動，而蛋白質運動需要較高的電壓。
藍色條帶是緩衝液中痕量的溴酚藍被聚焦所產生的。溴酚藍也是pH指示劑，當它移動到酸性區時（pH4），顏色會變成黃色。溴酚藍的這個移動過程大體上發生在極性小分子的聚焦之後，蛋白質大分子聚焦之前。
當上樣量比較大時或體系內鹽分比較多時，聚焦的電壓有可能達不到所設定的數值。
當上樣量比較少時，所有蛋白在較短的時間內就移動到所對應的pH值區域值，從而變成中性分子。這樣，體系的電阻越來越大，在恆定的電壓下，電流就會越來越小。
等電聚焦完成後，所有的蛋白質都移動到了相應的pI值區域，而成為中性分子。這時加在體系上的電壓就開始電解水分子，在陽極產生氧氣，在陰極產生氫氣。
硫脲的作用是增加蛋白質的溶解性，特別是鹼性蛋白的溶解性。雙極性分子的作用也是增加蛋白質的溶解性。當蛋白移動到相應的pH值後，就變成了中性分子。而不帶電荷的蛋白質分子容易聚集，從而降低其在隨後的二向膠時的遷移效率，可能會造成豎的脫尾。而硫脲和雙極性小分子則會鑑定中性蛋白質之間的相互作用，防止它們的聚集。
可以根據膠條的pH範圍和長度估算蛋白質點的pI值，在第二向中加入分子量Marker估算蛋白質點分子量。也可以用體系內已知蛋白來做比對。
橫的脫尾可能是：1）一向等電聚焦不完全；2）某些蛋白質本身的原因（糖蛋白）；3）蛋白的豐度太高。豎的脫尾可能是1）平衡時碘乙醯胺量不足；2）跑二向時，蛋白的溶解度不好。
核酸，鹽，去垢劑等等。
上樣量和樣品有關。樣品內蛋白種類多的上樣量要大些，這樣每個點才有足夠的量被檢測到。一般的全細胞裂解體系，上樣量大概在100微克（銀染）到500微克（考染）之間。
蛋白質的濃縮有很多方法。大致有超濾法，沉澱法和透析法。超濾比較溫和，對蛋白質不會有修飾和改變，蛋白的種類一般不會有丟失。它的缺點是總樣品的量可能會減少（被膜所吸附）。另外超濾對樣品的要求比較高。甘油，去垢劑都會堵塞濾膜，影響超濾的效果。沉澱法比較快速，容易操作，對鹽，甘油，去垢劑的耐受性好。缺點是可能會有部分種類的蛋白沒有被沉澱下來（丟失）。沉澱法中，又以TCA法最為普遍使用。使用TCA法時，一定要用冷的純丙酮清洗蛋白沉澱兩次，去處殘留的TCA和其他沉澱下來的雜質。透析法只使用於量比較大的樣品，量小時，操作困難。透析法可以和超濾法聯用。先把樣品透析到一個比較乾淨的環境（不含鹽，甘油，去垢劑或其它雜質，比如碳酸氫氨溶液），然後再進行超濾。
操作步驟
雙向電泳1.從冰櫃中取-20℃冷凍保存的水化上樣緩衝液（I）（不含DTT，不含IPGbuffer）一小管（1ml/管），置室溫溶解。
2.在小管中加入0.01gDTT，0.5%對應膠條pH範圍的IPGbuffer，充分混勻。
3.從小管中取出400ml水化上樣緩衝液，加入100ml樣品（考馬斯亮藍染色需樣品1mg，銀染需300μg），充分混勻。
4.從冰櫃中取-20℃冷凍保存的IPG預製膠條，室溫中放置10分鐘。
5.沿著聚焦盤或水化盤中槽的邊緣至左而右線性加入樣品。在槽兩端各1cm左右不要加樣，中間的樣品液一定要連貫。注意：不要產生氣泡。否則影響到膠條中蛋白質的分布。
6.當所有的蛋白質樣品都已經加入到聚焦盤或水化盤中後，用鑷子輕輕的去除預製IPG膠條上的保護層。
7.分清膠條的正負極，輕輕地將IPG膠條膠面朝下置於聚焦盤或水化盤中樣品溶液上，使得膠條的正極（標有+）對應於聚焦盤的正極。確保膠條與電極緊密接觸。不要使樣品溶液弄到膠條背面的塑膠支撐膜上，因為這些溶液不會被膠條吸收。同樣還要注意不使膠條下面的溶液產生氣泡。如果已經產生氣泡，用鑷子輕輕地提起膠條的一端，上下移動膠條，直到氣泡被趕到膠條以外。
8.在每根膠條上覆蓋1-3ml礦物油，防止膠條水化過程中液體的蒸發。需緩慢的加入礦物油，沿著膠條，使礦物油一滴一滴慢慢加在塑膠支撐膜上。
9.對好正、負極，蓋上蓋子。設定等電聚焦程式。
10.聚焦結束的膠條。立即進行平衡、第二向SDS-PAGE電泳，否則將膠條置於樣品水化盤中，-20℃冰櫃保存。
第二向SDS-PAGE電泳
1.裝配灌膠模具，配製10%的丙烯醯胺凝膠兩塊。配200ml凝膠溶液，每塊凝膠50ml，將溶液沿灌膠模具背面槽道倒入，直至溶液到距離玻璃板1cm停止，用75%乙醇或水飽和正丁醇封面，保持膠面平整。聚合30分鐘後，凝膠與上方液體分層，表明凝膠已基本聚合，建議聚合3-5h使凝膠完全聚合。
2.待凝膠凝固後，倒去分離膠表面的MilliQ水、乙醇或水飽和正丁醇，用MilliQ水沖洗。
3.從-20℃冰櫃中取出的膠條，先於室溫放置10分鐘，使其恢復至室溫。
4.配製膠條平衡緩衝液I（含DTT）。
5.在桌上先放置乾的厚濾紙，聚焦好的膠條膠面朝上放在乾的厚濾紙上。將另一份厚濾紙用MilliQ水浸濕，擠去多餘水分，然後直接置於膠條上，輕輕吸乾膠條上的礦物油及多餘樣品。這可以減少凝膠染色時出現的縱條紋。
6.將膠條轉移至平衡管或溶脹盤中，每個槽一根膠條，在有膠條的槽中加入5-10ml膠條平衡緩衝液I。將平衡管或溶脹盤放在水平搖床上緩慢搖晃15分鐘。
7.配製膠條平衡緩衝液Ⅱ（含碘乙醯胺）。
8.第一次平衡結束後，徹底倒掉或吸掉樣品水化盤中的膠條平衡緩衝液I。並用濾紙吸取多餘的平衡液（將膠條豎在濾紙上，以免損失蛋白或損壞凝膠表面）。再加入膠條平衡緩衝液Ⅱ，繼續在水平搖床上緩慢搖晃15分鐘。
9.用濾紙吸去SDS-PAGE聚丙烯醯胺凝膠上方玻璃板間多餘的液體。將處理好的第二向凝膠放在桌面上，長玻璃板在下，短玻璃板朝上，凝膠的頂部對著自己。
10.將低熔點瓊脂糖封膠液進行加熱溶解。
11.將10×電泳緩衝液，用量筒稀釋10倍，成1×電泳緩衝液。趕去緩衝液表面的氣泡。
12.第二次平衡結束後，徹底倒掉或吸掉樣品水化盤中的膠條平衡緩衝液Ⅱ。並用濾紙吸取多餘的平衡液（將膠條豎在濾紙上，以免損失蛋白或損壞凝膠表面）。
13.將IPG膠條從樣品水化盤中移出，用鑷子夾住膠條的一端使膠面完全浸末在1×電泳緩衝液中。然後將膠條膠面朝上放在凝膠的長玻璃板上。其餘膠條同樣操作。
14.將放有膠條的SDS-PAGE凝膠轉移到灌膠架上，短玻璃板一面對著自己。在凝膠的上方加入低熔點瓊脂糖封膠液。
15.用鑷子、壓舌板或是平頭的針頭，輕輕地將膠條向下推，使之與聚丙烯醯胺凝膠膠面完全接觸。注意不要在膠條下方產生任何氣泡。在用鑷子、壓舌板或平頭針頭推膠條時，要注意是推動凝膠背面的支撐膜，不要碰到膠面。
16.放置5分鐘，使低熔點瓊脂糖封膠液徹底凝固。
17.在低熔點瓊脂糖封膠液完全凝固後。將凝膠轉移至電泳槽中。
18.在電泳槽加入電泳緩衝液後，接通電源，起始時用的低功率（1W/gel/18-24cm）或低電壓，待樣品在完全走出IPG膠條，濃縮成一條線後，再加大電流（或電壓）（13-15W/gel/18-24cm），待溴酚藍指示劑達到底部邊緣時即可停止電泳。
19.電泳結束後，輕輕撬開兩層玻璃，取出凝膠，並切角以作記號（戴手套，防止污染膠面）。
20.進行染色。
要求
1、樣品新鮮。
說明：組織樣本及細胞採樣後應立即放入液氮中速凍或加入樣品穩定劑，運輸過程中血液、血清樣品4℃保存，其它樣品-20℃保存，不超過48小時（若外地郵寄，除血液、血清及細胞外請用乾冰）。
2、樣品蛋白的總量不少於1mg。
說明：組織樣本每份約250-500mg；
細胞樣品每份106—107細胞數（一塊膠）；
血液、血清等樣品大於5mL，且不能溶血；
蛋白提取物要求蛋白濃度大於5mg/mL，總量不少於1mg，且均勻無沉澱，樣品中無鹽成分；
植物或真菌樣品量濕重不少於2g；
富含雜質或蛋白質含量低的樣品量濕重不少於3g。
